糖尿病肾病是糖尿病最严重的微血管并发症之一，多见于病史超过10年的患者，约30%的1型糖尿病和40%的2型糖尿病患者最终会发生该病，而其中又有约40%会进一步进展至终末期肾病，需依赖透析或肾移植维持生命。其核心病理改变包括系膜基质增生、细胞外基质过度沉积、肾小球硬化及肾小管间质纤维化，临床表现为进行性蛋白尿和持续性肾功能下降。[1]
然而，由于糖尿病肾病的发病受遗传背景与环境因素协同驱动，其机制网络极为复杂，至今尚未完全阐明。这一认知困境在很大程度上源于研究模型体系的固有缺陷：啮齿动物模型虽能反映多系统相互作用，但物种差异使许多干预措施在临床转化中失效；二维单层细胞培养虽操作简便且成本较低，却无法呈现肾脏固有的三维结构与多细胞间复杂的相互作用网络。
随着干细胞与三维培养技术的飞速发展，研究者已能够在体外利用人多能干细胞诱导分化出与体内组织结构和功能高度相似的微型器官，即类器官。这一技术的兴起为突破上述模型瓶颈提供了新的可能——肾脏类器官可在体外自发形成包含足细胞、近端及远端小管上皮细胞、血管内皮细胞等多种肾脏固有细胞类型的立体结构，兼具人源性遗传背景与三维组织架构双重优势，为在人类遗传背景下研究糖尿病肾病提供了全新的平台。
基于这一技术平台，西班牙Montserrat团队于2022年在《Cell Metabolism》报道了首个糖尿病肾病相关肾脏类器官模型的建立[2]。研究者将人多能干细胞来源的肾脏类器官置于体外建立的糖尿病环境中（以24小时为周期，奇数天加入5 mmol/L葡萄糖，偶数天加入25 mmol/L葡萄糖），与恒定于5 mmol/L正常浓度的对照组相比，糖尿病环境下的肾脏类器官出现了纤维化等糖尿病肾病病理特征，其代谢也发生了改变。利用该模型，研究者进一步观察到糖尿病环境可增强肾脏类器官对SARS-CoV-2感染的易感性，提示该模型在糖尿病肾病及相关并发症机制研究中具有应用潜力。
图1. 高频振荡性葡萄糖条件通过在体外诱导人肾脏类器官出现胶原沉积、纤连蛋白积累及线粒体功能障碍，成功模拟了糖尿病肾病的早期特征。[5]
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从技术发展的角度看，肾脏类器官模型在糖尿病肾病研究中的应用仍处于早期阶段，亟待解决的问题主要集中在以下几个方面[1]：
肾脏类器官的发育成熟度不足：目前诱导出的类器官大多停留在胚胎或胎儿肾阶段，其滤过功能、重吸收能力及对激素和血管活性物质的响应远未达到成人水平，难以完整呈现糖尿病肾病等慢性退行性疾病的晚期表型。
肾脏类器官的体外寿命有限：多数类器官在培养30天后即出现自发性的纤维化改变和脱靶细胞扩张，这不仅缩短了实验观察窗口，更使得高糖诱导的病理改变与类器官自发老化过程在时间上重叠，研究者难以区分纤维化是疾病特异性改变还是类器官老化所致，从而干扰对晚期病变的机制解析。
体外培养条件尚未标准化：不同实验室在葡萄糖浓度、高糖作用时长以及是否联合炎症因子等参数上差异显著，导致研究结果之间缺乏可比性和可重复性。
针对上述成熟度不足的问题，研究者已从微环境调控角度展开了积极探索，其基本逻辑是：既然类器官的发育受周围物理和生化信号调控，那么通过改变培养环境的流变学与力学特性便可引导类器官向更成熟的方向发展。具体而言，将类器官包埋于水凝胶中可提供近似体内的三维支撑[3-4]，利用肾脱细胞细胞外基质水凝胶则可引入组织特异性的生化线索[5]，而施加流体动力学刺激则能模拟血流剪切力对肾小管上皮细胞极性的诱导作用[6]。这些生物材料干预手段已在促进血管化、改善管状结构极性及提升细胞分化程度方面取得了初步成效，为后续构建更具生理相关性的糖尿病肾病模型奠定了基础。进一步地，若将微环境调控与微流控芯片技术相结合，则有望同时解决成熟度和血管化两个问题——哈佛干细胞研究所近期创建的可灌注、血管化肾脏类器官芯片模型便是一个典型例证[7]。该芯片整合了微流控通道与血管化肾类器官，实验证明右旋糖酐大分子和红细胞可通过芯片内血管网络成功灌注至类器官内部的足细胞簇中。这一结果不仅验证了类器官内部血管的功能性，更重要的是，它使得在芯片上建立高糖灌注条件下的动态损伤模型成为可能，从而比静态培养更真实地模拟糖尿病状态下的肾脏血流动力学改变和血管内皮损伤。
除了通过微环境和芯片技术提升类器官的整体成熟度与血管化水平，另一些研究则聚焦于类器官内部特定细胞组分的精细化。糖尿病肾病在不同病程阶段涉及不同细胞类型的先后活化，其中系膜细胞的改变在早期先于足细胞损伤出现，具有重要的起始性病理意义，然而既往肾脏类器官方案中系膜细胞的分化效率和纯度始终不尽人意。日本Osafune团队利用CHIR99021、SAG、SB431542、IL-1β和视黄酸的小分子组合，成功将人多能干细胞来源的肾间充质干细胞选择性诱导为系膜细胞和促红细胞生成素产生细胞，首次实现了该谱系的高效获取，为在三维体系中研究早期系膜细胞与足细胞及小管细胞之间的相互作用机制提供了全新工具[8]。
针对糖尿病肾病中免疫细胞的关键作用，研究者也发展出了相应的共培养策略。现有诱导方案无法在肾脏类器官中直接产生免疫细胞谱系，而巨噬细胞等免疫细胞在糖尿病肾病的炎症放大和纤维化进程中又不可或缺。荷兰Hoogduijn团队将肾类器官与人外周血单个核细胞共培养，初步证实免疫细胞可影响类器官的损伤反应[9]。德国Kiyan团队进一步发现，仅将人单核细胞或巨噬细胞通过Transwell系统与分化中的人多能干细胞共培养，即可显著增加最终获得的类器官数量并改善其形态结构，提示免疫细胞在肾脏发育和类器官形成早期本身也具有积极的调控功能[10]。综合来看，无论是系膜细胞的特异性诱导还是免疫细胞的引入，其共同方向都是让类器官在细胞组成上更接近真实肾脏的多元性，从而为解析糖尿病肾病中不同细胞类型之间的时序性相互作用提供更精确的实验平台。
综合上述技术突破与已有经验，未来利用肾脏类器官建立糖尿病肾病模型的策略可从以下四条路径进行探索[1]：
体外微环境模拟，即通过改变培养液中的葡萄糖浓度、炎症因子组合等参数建立模型，其优势在于操作简便、通量高，适用于早期分子事件的初步筛选。
患者来源细胞建模，即采集患者的体细胞经重编程建立诱导多能干细胞系后再分化为肾类器官，这样做可以完整保留患者特有的致病基因组合与表观遗传特征，从而反映个体之间对糖尿病肾病易感性的差异。
基因编辑途径，即通过CRISPR/Cas9等技术在干细胞层面引入或修复特定基因突变后再诱导分化为类器官，用以在人类遗传背景下验证特定基因（例如内皮型一氧化氮合酶）的功能，该策略与糖尿病肾病小鼠模型中的基因敲除研究形成互补和交叉验证。
体内移植联合诱导，即将肾类器官移植至小鼠肾包膜下，再以链脲佐菌素使受体小鼠成糖尿病，从而使类器官暴露于包含血流、激素和免疫因素在内的完整体内环境，该方法综合了动物模型的系统优势与类器官的人源优势。
综上所述，肾脏类器官技术正从结构模拟向功能建模逐步演进。它并非旨在取代传统的动物模型或二维细胞模型，而是在现有工具之外新增一个人源化、三维且可精准操控的研究维度。就糖尿病肾病领域而言，该技术已完成了从“能否建模”到“如何优化模型”的阶段性跨越。未来，随着生物材料、微流控芯片、基因编辑和免疫共培养等交叉技术的持续整合与协同推进，肾脏类器官有望成为解析糖尿病肾病复杂发病机制和加速新药发现的关键临床前平台。
参考文献（上下滑动查看）：
1.钱足平，陈勇，冉燕，达静静，查艳. 糖尿病肾病模型：动物模型、二维细胞模拟及三维类器官模型[J].中国组织工程研究，2025，29(17):3632-3640
2.Garreta, Elena et al. “A diabetic milieu increases ACE2 expression and cellular susceptibility to SARS-CoV-2 infections in human kidney organoids and patient cells.” Cell metabolism vol. 34,6 (2022): 857-873.e9
3.Kim, Jin Won et al. “Kidney Decellularized Extracellular Matrix Enhanced the Vascularization and Maturation of Human Kidney Organoids.” Advanced science (Weinheim, Baden-Wurttemberg, Germany) vol. 9,15 (2022): e2103526
4.Nerger, Bryan A et al. “3D Hydrogel Encapsulation Regulates Nephrogenesis in Kidney Organoids.” Advanced materials (Deerfield Beach, Fla.) vol. 36,14 (2024): e2308325
5.Garreta, Elena et al. “Natural Hydrogels Support Kidney Organoid Generation and Promote In Vitro Angiogenesis.” Advanced materials (Deerfield Beach, Fla.) vol. 36,34 (2024): e2400306
6.Homan, Kimberly A et al. “Flow-enhanced vascularization and maturation of kidney organoids in vitro.” Nature methods vol. 16,3 (2019): 255-262
7.Kroll, Katharina T et al. “A perfusable, vascularized kidney organoid-on-chip model.” Biofabrication vol. 16,4 10.1088/1758-5090/ad5ac0. 5 Jul. 2024
8.Tsujimoto, Hiraku et al. “Selective induction of human renal interstitial progenitor-like cell lineages from iPSCs reveals development of mesangial and EPO-producing cells.” Cell reports vol. 43,2 (2024): 113602
9.Shankar, Anusha S et al. “Interactions of the Immune System with Human Kidney Organoids.” Transplant international : official journal of the European Society for Organ Transplantation vol. 37 12468. 18 Apr. 2024
10.Pecksen, Ekaterina et al. “Monocytes prevent apoptosis of iPSCs and promote differentiation of kidney organoids.” Stem cell research & therapy vol. 15,1 132. 3 May. 2024
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