寻找“完美”的肾脏体外模型：我们走到了哪里？
来源:华津生物微信公众号
|
作者:华津生物
|
发布时间 :2026-07-10
|
134 次浏览:
|
🔊 点击朗读正文
❚❚
▶
|
分享到:
现有肾毒性临床前预测滞后（临床前2% vs 临床III期19%），核心瓶颈在于近端小管细胞模型转运体/代谢酶功能不全。原代细胞功能保真但来源受限；HK-2等细胞系关键OAT/OCT/MRP缺失（AUC-ROC 0.71 vs 原代0.85）。新技术路径：微生理系统通过流体剪切力恢复SGLT2/P-gp功能，肝-肾芯片复现马兜铃酸代谢活化肾毒性；iPSC类器官实现多细胞类型自动化分化但三维结构限制跨膜检测。整合iPSC来源、MPS微环境与基因编辑是当前最具前景路径，其应用突破需监管框架演进与行业共识形成。
在药物研发进程中，肾毒性的检出存在显著的“滞后”特征。数据显示，临床前阶段仅能识别约2%的肾毒性案例，而至临床III期，这一比例跃升至19%。这意味着大量具有肾毒性风险的候选药物需在经历数年研发、投入巨额资源之后才被淘汰。导致这一困境的重要原因之一，在于当前用于评估肾毒性的体外模型预测能力仍然有限。
那么，现有肾脏体外模型的核心问题是什么？近年来涌现的新技术提供了哪些改进？距离真正可用的理想模型还有多远？本文基于一篇系统综述，梳理该领域的技术现状与发展方向。
肾脏每天过滤约150–180升血液，药物的肾脏清除是肾小球滤过、主动分泌、重吸收及代谢共同作用的结果。在这一过程中，近端小管细胞（PTC）承担了核心功能。
在转运体层面，基底膜侧的摄取转运体（OAT1、OAT3、OCT2）负责将药物从血液摄入近端小管细胞内；顶膜侧的外排转运体（MATE1、MATE2K、P-gp、BCRP、MRP2、MRP4）负责将药物及代谢物从细胞内排至管腔。二者之间的动态平衡决定了药物在细胞内的累积浓度，进而直接关联肾毒性风险。
在代谢酶层面，肾脏表达细胞色素P450酶（CYP450，如CYP3A5）、尿苷二磷酸-葡萄糖醛酸转移酶（UGT）、谷胱甘肽S-转移酶、磺基转移酶及酯酶等多种Ⅰ相和Ⅱ相代谢酶。值得关注的是，某些代谢路径可能产生活性中间体，例如谷胱甘肽结合物经β-裂解酶催化可生成高反应性硫醇，共价结合至细胞大分子，诱发细胞毒性。
此外，γ-谷氨酰转移酶（GGT）作为近端小管细胞的重要标志酶，既参与抗氧化防御，也反映细胞的分化成熟状态。
基于上述机制，一个理想的体外PTC模型应至少具备：OAT1、OAT3、OCT2（基底膜侧）和MATEs、P-gp、BCRP、MRP2、MRP4（顶膜侧）的功能表达，以及关键代谢酶和GGT的生理水平表达。
图1. 常用肾细胞系及来源于诱导多能干细胞或人组织的原代细胞的形态学比较。（A）LLC-PK1，（B）MDCK，（C）HK-2，（D）iPSC来源的肾小管上皮细胞，（E）来源于人肾活检组织的近端小管上皮细胞（比例尺 = 100 μm）。
当前常用的肾细胞模型各有限制，尚无兼具功能完整性与操作便利性的理想方案。
原代人PTC在功能上最接近体内状态，被视为“金标准”，主要转运体mRNA均有表达，OAT1/3和OCT2功能亦可检测。然而，其来源有限、个体间变异性大，且在常规二维静态培养中转运体表达迅速下调。
在永生化细胞系中，HK-2细胞虽易获取和扩增，但基因组分析显示OAT1、OAT2、OAT3、OCT2、MRP2及BCRP均不表达，其预测肾毒性的受试者工作特征曲线下面积（AUC-ROC）仅0.71，显著低于原代细胞的0.85。猪肾上皮细胞（LLC-PK1）和Madin-Darby犬肾细胞（MDCK）同样面临关键转运体表达不全的问题。
基因改造细胞系如条件性永生化近端小管上皮细胞-OAT1（ciPTEC-OAT1）和ciPTEC-OAT3通过外源表达补上了OAT功能，并展现出对替诺福韦、西多福韦等抗病毒药物的浓度依赖性细胞毒性，但仍属于单维度“补丁”策略，无法完整还原体内多转运体协同网络。肾近端小管上皮细胞/端粒酶逆转录酶永生化细胞（RPTEC/TERT1）虽可扩增培养并表达OCT2、MATEs等，但OAT功能存疑，无法转运对氨基马尿酸（PAH）。
综上，原代细胞功能保真度高但资源受限，细胞系操作便利但功能严重缺失，这一矛盾构成了领域内长期存在的基础性挑战。
在体内，PTC持续承受肾小球滤过液流动所产生的流体剪切力。研究表明，该物理信号可促进细胞极化、增强白蛋白摄取（可能通过megalin-cubilin受体通路）、上调钠-葡萄糖协同转运蛋白2（sSGLT2）功能及维持紧密连接蛋白的连续分布。静态二维培养体系无法提供此类力学刺激，被认为是细胞功能迅速退化的重要诱因之一。
基于上述认识，多个研究团队开发了整合流体剪切力的微生理系统（MPS）：
双层PDMS芯片：在剪切力作用下，PTC表现出增强的SGLT2功能和白蛋白摄取，对顺铂的毒性响应更为显著，且OCT2抑制剂西咪替丁在动态模型中呈现更优的保护效果，P-gp功能亦较静态培养有所提升。
胶原水凝胶单通道芯片：PTC形成极化上皮结构（ZO-1定位于顶膜侧，Na⁺/K⁺-ATP酶定位于基底侧），GGT活性及SGLT2功能明确；该体系能实现维生素D经CYP27B1/CYP24A1介导的生物转化。值得关注的是，与肝芯片联用后，该平台成功复现了马兜铃酸（AA）经肝代谢活化后对肾的间接毒性，揭示了器官间代谢物转运介导的毒理机制，这是单培养体系无法完成的工作。
OrganoPlate平台：采用PDMS-free材料，384孔板格式集成96个微流控芯片，利用PhaseGuide技术实现凝胶和液体的图案化，以重力驱动流替代外接泵，支持通透性检测和毒性评估，并可扩展为三通道结构以引入内皮细胞共培养。
3D生物打印：可构建具备开放管腔和复杂几何结构的PTC模型，支持持续灌注培养超过2个月，并可与内皮细胞共培养；在环孢素A暴露下呈现浓度依赖性细胞毒性。
当前MPS的局限包括：多数仍采用聚二甲基硅氧烷（PDMS）材料（对小分子疏水性化合物存在吸附）；缺乏肾脏微血管结构；通量偏低，难以适配药企早期筛选的高通量需求；转运体功能系统性表征仍不充分。
图2. 肾脏微流控装置（A–C）及生物打印装置（D）示例
目前已有多个研究团队建立了从诱导多能干细胞（iPSC）定向分化获得肾脏类器官的方案。其中，部分方案可在9天内获得肾祖细胞、再经12天形成肾脏类器官，且可在96孔板中完成；最新方案甚至实现了96/384孔板结合机器人平台的全自动化分化流程，可获得包含肾小球、近端小管和远端小管的多细胞类型类器官。
然而，该技术尚处于早期阶段：类器官三维结构复杂，无法直接用于跨膜转运研究，需先分离纯化PTC后接入MPS；分化效率因iPSC细胞系而异；细胞表型更接近胎儿期状态，成熟度有限。
验证层面：目前仅有少数研究测试了超过40种化合物的预测性能。要建立具有统计学可信度的预测指标（灵敏度、特异性、AUC-ROC、阳性/阴性预测值），必须在MPS平台上系统验证足够数量、机制明确的肾毒性化合物库。
技术层面：下一代MPS需在材料（寻求PDMS替代品，如聚碳酸酯或环烯烃共聚物）、结构（整合微血管）、通量（适配药企筛选流程）及传感（集成实时生物传感器）四方面持续优化。
监管层面：监管机构已开始关注并评估MPS技术的应用前景。行业普遍共识在于，动物模型并不总能可靠预测临床结局，这一范式的转变“只是时间问题”。
当前尚不存在“完美”的体外肾模型——原代细胞功能保真但来源受限，永生化细胞系操作便利但功能缺失，MPS技术正在验证之中，类器官尚不成熟。然而，演进方向已较为明晰：iPSC技术提供无限细胞来源，MPS提供生理性物理微环境，基因编辑提供疾病或人种特异性模型，三者的整合是当前最具前景的技术路径。最终推动该技术体系从实验室走向工业应用的，或许并非单一技术的突破，而是监管框架的演进与行业共识的形成。
参考文献：
Bajaj, Piyush et al. “Emerging Kidney Models to Investigate Metabolism, Transport, and Toxicity of Drugs and Xenobiotics.” Drug metabolism and disposition: the biological fate of chemicals vol. 46,11 (2018): 1692-1702.
