首先，研究者对USC-EVs进行了分离和鉴定。采用PEG沉淀法从尿液来源干细胞（USC）培养上清中分离出USC-EVs（图1A）。鉴定结果显示，这些囊泡呈现典型的杯状形态（图1B），平均粒径约为140.7 nm，浓度约为1.56×10¹¹颗粒/毫升（图1C），不同供体来源的USC细胞系产量稳定在1-2 μg/mL培养基（图1D）。荧光标记实验进一步证实，USC-EVs能够被人肾近端小管上皮细胞系（HK-2）摄取并定位于细胞质中（图1E、1F），说明这些囊泡具备进入靶细胞的能力。

随后，研究者验证了USC-EVs对受损肾小管细胞的修复作用。活死细胞染色和MTT检测显示，USC-EVs处理能显著增加顺铂损伤后HK-2细胞的存活数量（图2A、2B）。增殖标志物Ki-67的免疫荧光染色和定量分析表明，USC-EVs处理显著促进了受损细胞的增殖（图2C、2D）。即使在未受损细胞中，USC-EVs也表现出类似的促增殖效果。进一步研究发现，USC-EVs处理能显著抑制顺铂诱导的细胞凋亡（CASP3检测，图3A、3B），并显著减轻氧化应激损伤（ROS检测和脂质过氧化产物MDA检测，图3C、3D）。这说明USC-EVs通过提高细胞活力、促进增殖、抗凋亡和抗氧化等多重途径，对受损肾小管细胞发挥保护和修复作用。

在2D细胞实验的基础上，研究者进一步在3D人源肾脏类器官模型中验证了USC-EVs的修复效果。荧光标记实验证实，USC-EVs能够被肾脏类器官有效摄取（图4A-4C）。LDH细胞毒性检测和明场图像显示，USC-EVs处理减轻了顺铂诱导的细胞毒性损伤（图4D、4E）。LTL与KIM-1共染色及ELISA结果显示，USC-EVs处理组肾小管结构更完整、损伤标志物表达显著降低（图4F、4G）。进一步研究表明，USC-EVs处理显著减轻了线粒体超氧化物水平（MitoSOX染色，图5A），增强了抗氧化酶SOD的活性（图5B），降低了脂质过氧化产物MDA的水平（图5C），并促进了近端小管区域的上皮细胞增殖（Ki-67与LTL共染色，图5D、5E）。这些结果表明，在更接近人体真实情况的3D肾脏类器官模型中，USC-EVs同样能够被有效摄取，并通过减轻氧化应激和促进细胞增殖发挥肾脏保护作用。

为进一步确认USC-EVs的治疗效果，研究者建立了单肾切除联合缺血再灌注（UNIRI）的小鼠AKI模型。HE染色和病理评分显示，USC-EVs治疗显著减轻了肾小管损伤、扩张和炎症浸润（图6A、6B）。损伤标志物检测表明，USC-EVs治疗降低了肾小管中KIM-1的表达，并显著减少了尿液中NGAL的水平（图6C）。此外，USC-EVs治疗还降低了氧化应激标志物HO-1的表达，而纤维化标志物α-SMA无显著变化（图6Cii）。这些结果表明，在活体动物模型中，USC-EVs能够有效改善AKI小鼠的肾脏病理损伤。

最后，研究者探讨了USC-EVs发挥肾脏保护作用的潜在分子机制。miRNA测序显示，USC-EVs富含miR-21-5p、miR-30a-5p和miR-146a-5p等与肾脏保护相关的miRNA（图7A）。功能富集分析预测，这些miRNA可能靶向上皮细胞增殖、MAPK信号通路等多个修复相关通路（图7B）。Western blot实验证实，USC-EVs处理显著提高了MAPK下游靶点p-ERK1/2的表达（图7C）。细胞因子阵列显示，USC-EVs处理组中GDF15等促增殖细胞因子的释放明显增加（图7D、7E）。